目前我国陆上新探明石油地质储量中低渗透油藏的储量占70%以上，呈明显上升趋势；剩余石油储量的50%、新建产能的70%都来源于低渗透油藏，由此可见，低渗透油藏在我国油气开发生产中发挥着越来越重要的作用。压裂生产是目前低渗透油藏开发的主要技术手段[1]。油藏压裂时，需要增稠剂将裂缝支撑剂带入油藏，压裂后必须将增稠剂快速破胶，以保障原油自裂缝流出，实现正常生产[2]。
由于具有良好的增黏性、稳定性、水溶性及环境友好等特点，瓜尔胶是目前压裂液中最普遍使用的增稠剂，在油田开发领域受到广泛关注[2-7]。瓜尔胶是由甘露糖通过β-1,4糖苷键连接而成的主链和α-1,6-糖苷键连接的半乳糖侧链构成，分子量2×106左右[8]。
瓜尔胶的降解程度与压裂液返排和压裂后的通透性相关，进而对生产效果产生影响，目前普遍采用化学方法破胶。化学方法破胶存在温度局限、破胶不彻底及一定程度的设备腐蚀和环境问题[9]，特别是对于低温、低渗透油藏，这些问题尤为突出，因此探索开发新型破胶剂受到广泛关注。
β-甘露聚糖酶具有特异性降解β-1,4-甘露糖苷键的性能，在瓜尔胶降解方面具有很好的应用前景，已经在食品、药物、饲料、日化、造纸等方面开展了较为系统的研究和应用[10-12]，但针对油藏环境的研究报道还非常有限。20世纪90年代初开始了来源于黑曲霉(Aspergillus niger)的复合酶破胶剂GamanaseTM、来源于Thermotoga neapolitana5068的复合酶破胶剂用于水力压裂以提高油井产量[13]的研究，我国在辽河油田、吐哈油田、长庆油气田和吉林油田等多口油井的压裂作业中进行了现场试验，增油效果明显[14-16]。
目前酶在油藏环境下的适应性及降解特性还缺乏系统的研究，对降解产物(分子量分布、产物组成等)缺乏深入的认知。针对油藏这一特殊环境，本文分析了β-甘露聚糖酶对瓜尔胶的降解特性和规律，获得了系统的基础数据，不仅具有理论价值，而且对实际应用也具有很好的指导意义。
1 实验部分
1.1 实验材料及仪器
试剂：瓜尔胶，生物纯，Sigma公司；NaH2PO4， 分析纯，Na2HPO4·2H2O， 分析纯，H3PO4， 分析纯，NaOH， 分析纯，CaCO3， 分析纯，上海凌峰化学试剂有限公司；(NH4)2S2O8， 分析纯，国药集团化学试剂有限公司。β-甘露聚糖酶Man-14由Bacillussp.培养液离心取上清液获得。
仪器：LVDV-Ⅲ Ultra旋转流变仪；OHAUS CP1502电子天平；HW.SY11-K2C水浴锅；Spectra Max M5酶标仪；PHS-10A型数字酸度计；RM-220超纯水机；Elite P230凝胶渗透色谱系统；Scientz-N型真空冷冻干燥机。
1.2 实验方法
1.2.1 瓜尔胶溶液配制 参照水基压裂液的配制方法(行业标准SY/T 5107—2005)[17]配制。在搅拌条件下，将一定量的瓜尔胶粉末缓慢加入到50 mmol/L的磷酸盐缓冲液中，搅拌30 min溶解，然后放入30 ℃恒温水浴锅中静置4 h，使其完全溶胀；在4 ℃冰箱保存，24 h内使用。
1.2.2 瓜尔胶降解分析
(1) 瓜尔胶总还原糖含量测定。采用酸水解方法测定瓜尔胶原样总还原糖含量[18]。取2 mL离心管，加入 0.30 mLw为72% H2SO4，加入瓜尔胶原样 30.0 mg，混匀后置于 30 ℃ 水浴1 h；再将液体转移至磨砂口试管中，向试管中加入 8.4 mL 超纯水，标记初始液体高度，在 121 ℃ 下分别热处理1、2、4、6、8 h；热处理结束后，加水补充至初始液面高度，将液体转移至烧杯中，加入CaCO3粉末中和液体中剩余的酸至不再产生气泡；离心取上清液，采用DNS(二硝基水杨酸)法测定还原糖含量。
DNS法测定还原糖含量的原理：在碱性条件下，DNS与还原糖反应生成3-氨基-5-硝基水杨酸，在煮沸条件下产物颜色(棕红色)深浅与还原糖含量成比例。具体测定方法：取 50.0 μL上清液，与450 μL超纯水混合均匀，加入 1.00 mL DNS于100 ℃沸水浴中加热10 min，加热后立即冷却至室温。取200 μL反应液至酶标板内，540 nm处测定吸光度OD540，以加入 50.0 μL超纯水做相同混合加热处理为对照，用本研究所得的甘露糖标准曲线OD540=6.532 9x-0.206 3 (R2=0.999 6) 计算还原糖含量，其中x是甘露糖的质量。
(2) 不同温度和pH下Man-14对瓜尔胶的降解。按照 1.2.1 节中溶液的配制方法，配制 8 g/L、pH为 9.5的瓜尔胶溶液。将Man-14适当稀释，按 1.0% 的体积比加于瓜尔胶溶液中，分别置于5、15、25、35、45、55、65、70、75、85、95 ℃水浴中反应3 h。其间，每隔一段时间测定溶液黏度，绘制不同温度下黏度随时间的变化曲线，用未加酶的瓜尔胶溶液作为空白对照。每组实验3组平行样，测定在相应实验温度下的黏度。
按照1.2.1节中溶液的配制方法，分别用pH为2.0、3.0、4.0、5.0、6.0、7.0、8.0、9.0、9.5、10.0 和 11.0 的磷酸盐缓冲液配制 0.8% 瓜尔胶溶液。将Man-14适当稀释，按 1.0% 的体积比加于瓜尔胶溶液中，70 ℃水浴反应3 h。期间，每隔一段时间测定溶液黏度，绘制不同pH下黏度随时间的变化曲线，用未加酶的瓜尔胶溶液作为空白对照。每组实验3组平行样，所有黏度都在70 ℃时测定。
(3) Man-14与APS(过硫酸铵)对瓜尔胶的降解。配制8 g/L、pH为7.0瓜尔胶溶液，在溶液中加入φ为 1.0% Man-14、0.1 g/L APS，分别在35 ℃和70 ℃下进行反应，实验以未加酶的底物溶液作为空白对照。测定不同反应时间产物的黏度、分子量分布、还原糖含量及残渣含量。
1.2.3 降解表征
(1) 黏度测定。采用Brookfield LVDV-Ⅲ Ultra旋转流变仪在剪切率55 s-1下测定，黏度测定温度与降解实验温度相同。
(2) 分子量测定。大分子测定采用凝胶渗透色谱 (GPC) 测定：将酶降解前后的样品经真空冷冻干燥得到固体样品，用超纯水配成一定浓度的溶液，经 0.22 μm水相滤膜过滤后测定。实验采用P230型GPC-凝胶渗透色谱系统 (Elite, Dalian)，色谱柱为PL aquagel-OH MIXED-M 8 μm (7.5 mm×30 cm) (Agilent, US)，柱温40 ℃，流动相为 0.1 mol/L NaNO3，流速为 1.0 mL/min，进样量50 μL。
小分子测定采用电喷雾飞行时间质谱 (ESI-TOF-MS) 测定：将酶降解液离心后取上清液，适当稀释后测定。实验采用美国Waters公司XEVO G2 TOF质谱仪，电喷雾离子源 (ESI) 为ESCi复合源，正离子检测模式，针孔电压3.0 kV，锥孔电压30～60 V，离子源温度100 ℃，洗脱气温度300 ℃扫描质谱范围m/z为100～4 000，分辨率 22 500 (FWHM)。
(3) 还原糖含量测定。采用DNS法测定还原糖含量，详见1.2.2节。
(4) 残渣含量测定。按标准SY/T 5107—2005《水基压裂液性能评价方法》测定。取降解产物溶液10 mL，移入已烘干至恒重的离心管中，在 10 000 r/min下离心20 min，弃上清液后再将离心管在105 ℃下烘干至恒重，称量，按照每升降解液体积中所含的残渣质量计算残渣含量。
2 结果与讨论
2.1 不同温度和pH下Man-14对瓜尔胶的降解
在5～95 ℃下，将 0.49 U Man-14加入100 mL瓜尔胶溶液中，测定不同降解时间的溶液黏度，绘制黏度随时间的变化曲线，如图1所示。
由图1可见，在5～45 ℃时，随着温度的增加，降黏速率变快，表明酶作用效果增强；55～70 ℃时，黏度变化趋势基本不受温度影响，表明酶降黏效果非常好，此时，在20 min内瓜尔胶溶液黏度从初始400 mPa·s降低至5 mPa·s以下，这是Man-14降解瓜尔胶的最适温度范围，其中，70 ℃为最佳作用温度；75～85 ℃时，降黏速率随着温度的增加而降低，酶作用效果减弱；95 ℃时，加酶液与不加酶液组的黏度变化趋势没有明显的差异。
图1 不同温度下瓜尔胶黏度随Man-14降解时间变化曲线
Fig.1 Viscosity vs. time curves of guar solution treated by Man-14 at different temperatures
目前所研究的甘露聚糖酶大多只在高温或低温下具有活性，如来源于Talaromyces leycettanusJCM12802菌株[19]的甘露聚糖酶最佳活性温度范围为80～90 ℃，但低于70 ℃时其活性小于50%，特别是在40 ℃以下时酶仅存20%活性，说明低温条件下酶活低；来源于Neosartorya fischeriP1菌株[20]的甘露聚糖酶最佳活性温度范围为70～80 ℃，此时有80%以上相对活性，但在50 ℃以下仅存50%活性；来源于Sphingomonassp. JB13菌株[21]的甘露聚糖酶的最佳活性温度范围为 35～45 ℃，45 ℃以上时活性仅剩20%。而Man-14在35～70 ℃范围内都表现出良好的作用效果，表明其在比较广的温度范围有降解活性，具有良好的温度适应性。
图2 不同pH下瓜尔胶黏度随Man-14降解时间变化曲线
Fig.2 Viscosity vs. time curves of guar solution treated by Man-14 at different pH values
另外，为了考察Man-14的pH适应范围，将 0.49 U 的Man-14加入到100 mL、pH为 2.0～11.0 的瓜尔胶溶液中，测定不同降解时间的溶液黏度，绘制黏度随时间的变化曲线，如图2所示。
由图2可见，pH为3.0～6.0时，随着pH的增加，降黏速率变快，酶作用效果越好；pH为7.0～9.5 时，黏度随时间变化趋势相近，酶在20 min内将瓜尔胶溶液黏度从初始的400 mPa·s降至 5 mPa·s 以下，表现出非常高的降黏速率，为Man-14酶液作用瓜尔胶的最佳pH范围，其中，pH 7.0为最佳作用pH；而pH为2.0和11.0时，加酶液与不加酶液组的黏度变化趋势没有明显的差异。
目前所研究的甘露聚糖酶大多数在酸性、中性条件下活性较好，碱性条件下活性较差。如来源于Paenibacillussp. DZ3 60菌株[22]的甘露聚糖酶的活性在pH为5.0时最值，在pH为3.0～6.0范围内保持良好的活性，pH>6.0 时活性低于50%；来源于Chaetomiumsp. CQ31菌株[23]的甘露聚糖酶的活性在pH为 5.0时最佳，在pH为5.0～7.0 范围内活性较好，但 pH>7.0时活性很低；来源于Neosartorya fischeriP1菌株[20]的甘露聚糖酶的活性在pH为4.0时最佳，但pH<4.0 及pH>6.0 活性低于50% ；来源于Sphingomonassp. JB13菌株[21]的甘露聚糖酶的活性在pH为 6.5 时最佳，pH>7.0 时活性仅剩一半。本研究中Man-14在pH 6.0～9.5 范围内都表现出了良好的作用效果，表明它在比较宽的pH范围有降解活性，具有良好的pH适应性。
2.2 瓜尔胶降解特性
以化学破胶剂APS为参照，分别在低温和高温、pH=7.0 条件下，从黏度、还原糖含量、残渣含量、分子量分布及小分子物质成分等方面对酶Man-14降解瓜尔胶特性进行了系统分析。
2.2.1 破胶剂作用后的黏度 为了比较化学破胶剂与生物酶破胶剂作用于瓜尔胶后对其黏度的影响，分别设低温35 ℃和高温70 ℃、pH=7.0条件下，在溶液中加入φ为 1.0% Man-14、或者 0.1 g/L APS，测定降解前后瓜尔胶溶液黏度，绘制黏度随时间的变化曲线，结果见图3。
图3 Man-14和APS降解过程中瓜尔胶黏度随时间变化曲线
Fig.3 Viscosity vs. time curves of guar solution treated with Man-14 and APS during the degradation process
由图3可见，Man-14在35 ℃和70 ℃时都能在5 min内将瓜尔胶黏度降至5 mPa·s；APS在 70 ℃ 下能使瓜尔胶黏度在15 min内降至5 mPa·s，但在35 ℃下效果不明显，降解6 h时瓜尔胶溶液黏度仍为300 mPa·s。这表明Man-14在高温和低温条件下 (35～70 ℃) 均可高效降解瓜尔胶，而APS受温度影响较大，Man-14降解瓜尔胶效果优于APS。
2.2.2 破胶剂作用后的还原糖含量 为了比较化学破胶剂与生物酶破胶剂作用于瓜尔胶后对其还原糖含量的影响，分别在低温35 ℃和高温70 ℃、pH=7.0 条件下，在溶液中加入φ为 1.0% Man-14或者 0.1 g/L APS，测定降解过程中的还原糖含量，绘制还原糖含量随时间的变化曲线，结果见图4。
图4 瓜尔胶降解过程中还原糖含量随时间变化曲线
Fig.4 Reducing sugar mass content vs. time curves of guar solution treated with Man-14 and APS
由图4可见，加入Man-14的瓜尔胶溶液中有还原糖生成，质量浓度最高为 0.63 mg/mL；而加入APS没有检测到还原糖。采用酸水解方法测得溶液中瓜尔胶完全水解时还原糖含量为 4.89 mg/mL，远高于本实验测定的 0.63 mg/mL，表明实验条件下，瓜尔胶并没有全部生成单糖，还存在大量低聚糖，后续的电喷雾质谱结果也说明了这个问题。研究表明，在化学氧化时，羟基被氧化成醛，随后所有羰基被氧化，生成羧酸盐，可见APS作用后不会生成还原糖[24]。上述分析表明，酶Man-14与APS对瓜尔胶的作用方式不同。
2.2.3 破胶剂作用后的分子量分布 为了比较化学破胶剂与生物酶破胶剂作用于瓜尔胶后对其分子量分布的影响，分别在低温35 ℃和高温70 ℃、pH=7.0 条件下，在溶液中加入φ为 1.0% Man-14或者 0.1 g/L APS。针对Man-14及APS降解后瓜尔胶溶液黏度都低至5 mPa·s的样品，黏度不能完全反映降解情况，因此采用凝胶渗透色谱测定了降解产物的分子量分布，结果见图5和表1。
图5 不同降解时间时瓜尔胶分子量分布图
Fig.5 Molecular weight distribution of guar solution at different time
表1 Man-14和APS降解前后瓜尔胶分子量变化
Table1 Change of molecular weight of guar treated with Man-14 and APS, respectively
由表1可见，初始瓜尔胶分子量 (Mw) 为 2×106，70 ℃下水浴作用48 h，Mw为 9.96×105。Man-14作用后，分子量 (Mw) 分别为 3 900 (70 ℃) 和 4 000 (35 ℃)；APS作用后，分子量 (Mw) 分别为 5.16×104(70 ℃) 和 2.47×105(35 ℃)。
由图5和表1可见，在35 ℃和70 ℃下，Man-14降解Guar分子量迅速减少至 3 850，降低了 99.8%；加入APS后，70 ℃时凝胶色谱峰随作用时间增加逐渐往小分子量方向移动，从 296 000降至 51 600，说明分子量逐渐减少，但比Man-14降解后产物分子量大1个数量级；而在35 ℃下，凝胶色谱峰位置无明显变化，Mw基本维持在 7×105～9×105。由此也得到，35 ℃和70 ℃，黏度不能完全反映降解情况，黏度相同时其分子量分布情况也会有差异。从降解瓜尔胶的效果来看，温度对Man-14的影响较小，而对APS影响较大，APS在高温时作用效果优于低温。同时加入APS的实验组分子量都远大于加入酶液组的分子量，说明酶Man-14在较宽的温度范围内比APS降解更彻底。
2.2.4 小分子降解产物组成 结合黏度测定结果以及凝胶渗透色谱法测定的分子量分布，对化学破胶剂与生物酶破胶剂作用于瓜尔胶后的影响有了进一步的认识，接下来采用电喷雾质谱(ESI-MS)对瓜尔胶降解产物中的小分子物质进行了分析，ESI-MS结果见图6。
图6 降解前后瓜尔胶电喷雾质谱检测结果
Fig.6 ESI-MS spectra of guar before and after degradation
图7 Man-14降解瓜尔胶过程中低聚糖相对丰度随时间的变化
Fig.7 Relative abundance of oligosaccharides during the enzymatic degradation process
由图6可见，在35 ℃和70 ℃下，Man-14降解瓜尔胶产物中检测到聚合度为1～10的低聚糖 (m/z分别为 203.1、365.1、527.2、689.3、851.4、1 013.5、1 175.6、1 337.7、1 499.8、1 661.9)。APS降解瓜尔胶产物中只检测到聚合度为1～3的低聚糖，且这些峰也出现在瓜尔胶原样品中。Jian等[18]用Aspergillus niger所产甘露聚糖酶水解皂荚树 (Gleditsia sinensis) 中的半乳甘露聚糖胶，对生成甘露低聚糖进行了研究，检测到聚合度为1～5的低聚糖分子。另外，本研究还发现有聚合度为 5～10的低聚糖。
按照电喷雾质谱图中每种低聚糖的峰高占聚合度为1～10的低聚糖总峰高的比例，计算了低聚糖的相对丰度，将不同降解时间低聚糖的丰度随时间变化作图，结果见图7。
由图7可见，Man-14降解产物中二糖、三糖、四糖、五糖含量都相对较高，而单糖信号较弱，由此推测，该酶主要以内切方式作用于瓜尔胶(外切主要生成单糖)。另外，由图7(a)可见，35 ℃时二糖先增加后减少，其他低聚糖增加，初步分析认为，该温度下多糖降解成低聚糖速度比低聚糖降解成二糖速度稍快；从图7(b)可得，70 ℃时二糖增加，其他低聚糖增加较慢或逐渐减少，可能的原因是该温度下低聚糖也在进一步降解，但低聚糖降解成二糖的速度快于多糖降解成低聚糖。
2.2.5 降解产物的残渣含量 在35 ℃和70 ℃、pH=7.0 时，采用Man-14和APS降解瓜尔胶，测定不同降解时间的残渣质量浓度(即瓜尔胶降解后的固相部分，主要为纤维素类和蛋白质类)，结果见表2。
表2 Man-14和APS降解前后瓜尔胶残渣含量
Table2 Sludge mass content of guar before and after degradation by Man-14 and APS
由表2可见，35 ℃和70 ℃时，Man-14降解后的残渣含量比APS降解后的残渣含量低。另外 70 ℃ 时降解后的残渣含量比35 ℃的低，可能是因为70 ℃下酶活性好，能够更大程度上降解残渣。按照残渣含量测定方法，原料Guar残渣的测得结果为 2 275 mg/L，在70 ℃下Man-14水解瓜尔胶12 h后，残渣质量浓度低于500 mg/L，符合工业中残渣含量要求，但APS实验组没有达到要求。可见，高温降解比低温降解的残渣含量更低，酶降解比APS降解残渣量更少。Sarwar等[25]研究表明，化学破胶剂过硫酸铵等降解瓜尔胶产生的残渣明显多于半乳甘露聚糖酶降解产生的残渣，这与本研究结果相符合。生物酶破胶剂比化学破胶剂作用于瓜尔胶后产物残渣少，降解更彻底，有利于工业中压裂液的返排和导流。
综上，关于破胶温度，一般认为氧化剂在温度低于55 ℃时作用效果不佳，为化学破胶剂和酶破胶剂的作用界限[26]，酶在高于此温度时作用不如化学破胶剂。而本研究表明，酶在更高的温度下，如70 ℃时，无论是降解后产物分子量，还是残渣量等，酶的作用结果均优于化学破胶剂的结果。因此，可以显著拓展酶破胶的温度适应范围。
3 结 论
β-甘露聚糖酶Man-14在温度 55～70 ℃和pH 7.0～9.5条件下，对瓜尔胶具有良好的降解性能；实验条件下，Man-14能够将瓜尔胶分子量从初始的 2×106降至 3 800，同时产生聚合度为1～10的低聚糖；与化学破胶剂APS相比，对应于破胶液黏度5 mPa·s情况，酶Man-14破胶比APS破胶分子量低1～2个数量级，且残渣含量更低。由此可见，Man-14在油藏，特别是低温、低渗透油藏压裂应用中更具应用价值和优势，在高达70 ℃的温度条件下酶仍然适用，且优于化学破胶剂。本研究获得了β-甘露聚糖酶Man-14降解瓜尔胶的系统数据，为相关研究及工业应用中酶体系的设计及效果评价提供了参考，为其在低温、低渗透油藏压裂中的应用提供了理论支撑。
参考文献：
[1] 崔维兰. 生物酶破胶剂室内评价及其在油田压裂中的应用[J]. 中国西部科技, 2008, 7(31): 29-30.
[2] BARATI R, LIANG J T. A review of fracturing fluid systems used for hydraulic fracturing of oil and gas wells[J]. Journal of Applied Polymer Science, 2014, 131(16): 1-12.
[3] THOMBARE N, JHA U, MISHRA S,et al. Guar gum as a promising starting material for diverse applications: A review[J]. International Journal of Biological Macromolecules, 2016, 88(7): 361-372.
[4] SHARMA S, KAUR J, SHARMA G,et al. Preparation and characterization of pH-responsive guar gum microspheres[J]. International Journal of Biological Macromolecules, 2013, 62(1): 636-641.
[5] FISZMAN S, VARELA P. The role of gums in satiety/satiation: A review[J]. Food Hydrocolloids, 2013, 32(1): 147-154.
[6] MUDGIL D, BARAK S, KHATKAR B S. Guar gum: Processing, properties and food applications-A Review[J]. Journal of Food Science and Technology, 2014, 51(3): 409-418.
[7] PRABAHARAN M. Prospective of guar gum and its derivatives as controlled drug delivery systems[J]. International Journal of Biological Macromolecules, 2011, 49(2): 117-124.
[8] SHASTAK Y, ADER P, FEUERSTEIN D,et al.β-Mannan and mannanase in poultry nutrition[J]. World’s Poultry Science Journal, 2015, 71(1): 161-174.
[9] KYAW A, AZAHAR B, TUNIO S Q. Fracturing fluid(guar polymer gel) degradation study by using oxidative and enzyme breaker[J]. Research Journal of Applied Sciences, Engineering and Technology, 2012, 4(12): 1667-1671.
[10] CHAUHAN P S, PURI N, SHARMA P,et al. Mannanases: Microbial sources, production, properties and potential biotechnological applications[J]. Applied Microbiology and Biotechnology, 2012, 93(5): 1817-1830.
[11] DHAWAN S, KAUR J. Microbial mannanases: An overview of production and applications[J]. Critical Reviews in Biotechnology, 2007, 27(4): 197-216.
[12] SRIVASTAVA P K, KAPOOR M. Production, properties, and applications of endo-beta-mannanases[J]. Biotechnology Advances, 2017, 35(1): 1-19.
[13] MCCUTCHEN C M, DUFFAUD G D, LEDUC P,et al. Characterization of extremely themostable enzymatic breakers (α-1, 6-galactosidase andβ-l, 4-mannanase) from the hyperthenllophilic bacteriumThermotoga neapolitana5068 for hydrolysis of guar gum[J]. Biotechnology and Bioengineering, 1996, 52(1): 332-339.
[14] 李军, 王潜, 齐海鹰, 等. 新型生物酶破胶剂的研究与应用[J]. 石油矿场机械, 2008, 37(10): 90-92.
[15] 管保山, 刘静, 周晓群, 等. 长庆油气田压裂用生物酶破胶技术及其应用[J]. 油田化学, 2008, 25(2): 126-129.
[16] 李静武. 论述生物酶破胶剂在压裂中的作用[J]. 价值工程, 2010, 29(6): 46-47.
[17] YOU J, LIU J F, YANG S Z,et al. Low-temperature-active and salt-tolerantβ-mannanase from a newly isolatedEnterobactersp. strain N18[J]. Journal of Bioscience and Bioengineering, 2016, 121(2): 140-146.
[18] JIAN H L, ZHU L W, ZHANG W M,et al. Enzymatic production and characterization of manno-oligosaccharides fromGleditsia sinensisgalactomannan gum[J]. International Journal of Biological Macromolecules, 2013, 55(4): 282-288.
[19] WANG C H, LUO H Y, NIU C F,et al. Biochemical characterization of a thermophilic beta-mannanase fromTalaromyces leycettanusJCM12802 with high specific activity[J]. Applied Microbiology and Biotechnology, 2015, 99(3): 1217-1228.
[20] YANG H, SHI P J, LU H Q,et al. A thermophilicβ-mannanase fromNeosartorya fischeriP1 with broad pH stability and significant hydrolysis ability of various mannan polymers[J]. Food Chemistry, 2015, 173(1): 283-289.
[21] ZHOU J, ZHANG R, GAO Y,et al. Novel low-temperature-active, salt-tolerant and proteases-resistant endo-1, 4-β-mannanase from a newSphingomonasstrain[J]. Journal of Bioscience and Bioengineering, 2012, 113(5): 568-574.
[22] CHANDRA M R S, LEE Y-S, PARK I-H,et al. Isolation, purification and characterization of a thermostableβ-mannanase fromPaenibacillussp. DZ3[J]. Journal of the Korean Society for Applied Biological Chemistry, 2011, 54(3): 325-331.
[23] KATROLIA P, ZHOU P, ZHANG P,et al. High level expression of a novelβ-mannanase fromChaetomiumsp. exhibiting efficient mannan hydrolysis[J]. Carbohydrate Polymers, 2012, 87(1): 480-490.
[24] CHOWDHURY P, SAMUI S, KUNDU T,et al. Graft polymerization of methyl methacrylate onto guar gum with ceric ammonium sulfate/dextrose redox pair[J]. Journal of Applied Polymer Science, 2001, 82(14): 3520-3525.
[25] SARWAR M U, CAWIEZEL K E, NASR-El-DIN H A. Gel degradation studies of oxidative and enzyme breakers to optimize breaker type and concentration for effective break profiles at low and medium temperature ranges[C]//SPE Hydraulic Fracturing Technology Conference. The Woodlands, Texas, USA: Society of Petroleum Engineers, 2011. DOI: 10.2118/140520-MS
[26] ARMSTRONG C D. Method of fracturing using mannanohydrolase enzyme breaker: US8058212[P]. 2011-11-15.